pcr体系前沿信息_pcr体系配置(2024年12月实时热点)
찟窠物理实验的常用仪器与软件一览 在基础物理实验室中,有许多常用的实验仪器和软件,帮助科学家们进行各种实验。以下是一些常见的实验方法和仪器: 基因鉴定:包括DNA提取、PCR体系、电泳技术等,用于研究基因敲除鼠、基因敲入鼠和点突变鼠等。 石蜡切片/冰冻切片:通过HE染色、免疫荧光和免疫组化等技术,观察细胞和组织结构。 qPCR:包括引物设计、RNA提取、逆转录和qPCR体系配置,用于定量分析基因表达。 Western blot (WB):从组织样本中提取蛋白质,通过制胶、电泳、转膜、孵抗体和曝光等步骤,检测蛋白质表达。 Elisa:用于微量蛋白或物质的定量分析。 细胞实验:包括细胞复苏、培养、传代、冻存、计数、转染以及细胞增殖/毒性实验、迁移实验、成管实验、免疫荧光染色、流式细胞术、细胞能量代谢实验、细胞周期检测实验和细胞凋亡实验等。 常用仪器:如离心机、涡旋混匀仪、普通显微镜、荧光显微镜、共聚焦显微镜、酶标仪、PCR仪、荧光定量PCR仪、流式细胞仪和海马仪等。 常用软件:包括统计软件如ImageJ、GraphPad Prism和SPSS,文献管理软件如EndNote和Zotero,绘图软件如Draw.io和PS,以及引物设计软件如Primer Premier 5和SnapGene。 通过这些仪器和软件,科学家们可以进行各种物理实验,探索自然界的奥秘。
定点突变:科研中的小技巧与心得 在科研中,探究蛋白质功能的一个关键方法是定点突变。通过改变蛋白质中的一两个氨基酸残基,可以研究这种变化对蛋白质结构和功能的影响。 基因定点突变(site-directed mutagenesis)是一种定向改变蛋白质序列的方法。首先确定要改变的氨基酸残基位置,然后通过PCR技术定向修改基因序列,从而探讨蛋白质功能的变化。 ✍️以下是一些在进行定点突变时发现的问题和心得体会: 1️⃣ 试剂选择:很多研究者为了方便直接购买昂贵的试剂盒,其实可以选择同一品牌的散装试剂,如高保DNA聚合酶和游离碱基等。参考试剂盒的说明书,可以自行配制类似效果的体系。 2️⃣ 引物设计:设计引物时,尽量保持GC含量较低,但退火温度要适当高一些,建议在65℃左右。如果突变位点附近GC含量高,可以考虑使用GC rich buffer,可以有效提高突变成功率。 3️⃣ PCR体系优化:定点突变的关键在于引物设计和PCR体系的设置。延伸和后延伸的温度和时间非常重要。延伸时间根据使用的聚合酶质量来定,后延伸一般设置为10-15分钟。延伸温度选择68℃或72℃,退火温度尽量低于延伸温度1-2℃。 4️⃣ 琼脂糖电泳回收:是否需要将突变质粒进行琼脂糖电泳回收去杂,这并不是必要的步骤。残留的聚合酶和游离碱基等对转化BL21受体菌的影响不大,反而可能降低转化率。 5️⃣ DpnI酶消化:如果条件允许,可以使用DpnI酶消化模板质粒。经过多轮PCR反应后,模板质粒已经很少了,因此带来的假阳性可以忽略不计。后续可以通过双酶切和测序验证是否为阳性突变子。 通过这些小技巧和心得体会,可以有效提高定点突变的成功率,为科研工作提供有力支持。
肌侣面膜太惊艳了! 刚敷上就给我一个大大的“惊喜”!럧𖦊牛奶直接倒在我脸上了?!仔细一看,它的膜布真的超级细腻,是那种奶皮的双层膜布!面膜有足足34ml,这相当于一瓶精华的量了! ◼️ 它的核心成分是复弹肽和提拉肽,这可是贵妇级成分,超级厉害!它能促进胶原蛋白生成,让皮肤变得超级有弹性! ◼️ 搭配紧致活性因子,辅助黄金肽,能把干纹全都填平,哪里有皱纹就填哪里! ◼️ 最后再来个角鲨烷和透明质酸,既能补水又能锁住水分,让皮肤水润一整天! 细腻皮肤的成分也很给力,有PCR体系的龙胆草精粹和黑麦籽精粹,一边改善肌肤的粗糙,让皮肤更平滑,一边还能收紧肌肤,整个人看起来更年轻!眼周、抬头纹、法令纹这些地方,一滴精华液都不舍得浪费!
쒔-qPCR实验室操作全攻略 ꠥ备开始你的RT-qPCR实验了吗?这里有一份超详细的操作指南等你来拿! **确定收样时间**: 在进行RT-qPCR之前,首先要明确你的干预时间和收样时间。例如,如果你正在研究炎症指标,那么6小时、12小时和24小时的样本可能会有明显的变化。 ꠪*操作步骤**: 1️⃣ 配置你的PCR体系,以20的SYBR Green体系为例。 2️⃣ 混匀并离心后,将体系置于冰上预冷。 3️⃣ 加样时,注意吸一打二的原则,加mix时同引物组可不换枪头,但加cDNA时每个孔需换一次枪头。 4️⃣ 加样完成后,用专用的膜封好,再用保鲜膜包裹。 5️⃣ 以8000rpm的速度离心3分钟,去除气泡。 6️⃣ 根据自己的需求设置程序,然后上机运行。 7️⃣ 结束后,导出数据并进行分析。 **数据分析**: 在获得数据后,你需要进行一系列的分析工作: - 检查MeltCurve是否为单峰且光滑。 - 确保ct值在1c9值范围内,且组内差距在0.3-0.5之间。 - 内参ct值应在18-20之间,目的基因ct值应在25-35之间(大于35的ct值可视为不可用)。 - 检查扩增曲线是否到达平台期且是否光滑。 - 如上述条件均满足,即可使用Excel进行进一步分析。 젧诼你已经掌握了RT-qPCR实验室操作的全流程!赶快动手试试吧!
PCR实验全攻略:从引物设计到结果分析 大家好!今天我们来聊聊分子克隆中的PCR实验。上一期我们已经介绍了引物设计的基础知识,这一期我们就来聊聊PCR的具体操作步骤。 PCR反应体系:你需要准备什么?ꊊ首先,PCR反应体系需要哪些东西呢?每个实验室用的酶可能都不一样,所以最好还是看看你实验室用的酶的说明书。以下是一个常见的2㗐hanta Flash Master Mix酶的加样体系: 先加水:提前计算好每个样品的加水量,然后从大体积开始加,这样更准确。 加酶:根据说明书上的推荐量加入。 加引物:根据引物的浓度来决定。 加模板:如果是基因组或菌体,变性时间3分钟;如果是质粒或片段,变性时间30秒。 PCR反应程序设置:如何设置? PCR反应程序的设置也是关键。以下是一个常见的2㗐hanta Flash Master Mix酶的反应程序: 变性(Denaturation) 在95Ⰳ下变性30秒,让DNA双链解链成单链。这个步骤不需要修改,但变性时间可以根据模板的不同进行调整。 退火(Annealing) 在55Ⰳ下退火30秒,让引物通过碱基互补配对与单链DNA结合。退火温度可以根据引物的设计进行调整。 延伸(Extension) 在72Ⰳ下延伸1分钟,聚合酶开始合成新的DNA链。这个步骤一般不需要修改。 循环数设置 根据需要回收的片段大小,一般30个循环左右就够了。如果不需要回收,可以设置35个循环。 其他步骤 除了基本的PCR步骤,PCR仪还可以进行一些固定温度的孵育,比如37Ⰳ恒温酶切等操作。 小贴士 枪头只沾到一点点液体也没关系,一般都能成功PCR。但还是要确认枪头有没有吸到相应的小体积液体。 不同的酶延伸速度和温度可能不一样,需要根据具体情况调整。 希望这些信息对你有所帮助!如果你有任何问题或需要进一步的指导,欢迎随时留言讨论哦!
电动移液器试用报告:哪款更适合PCR? 最近我们实验室在寻找一款适合PCR实验的电动移液器,经过一番折腾和试用,终于有了一些心得。下面就来跟大家分享一下我们的试用过程和结果吧。 需求清单 首先,我们明确了自己的需求: 需要200ul的吸液量,2ul的连续自动分液功能; 精度要高,系统误差要小; 适配通用型200ul黄枪头; 提供demo样枪试用; 能开符合报账要求的发票。 试用过程 슦们试用了两个品牌的三款自动移液器,分别进行了2ul连续分液跑PCR的实验,并对三个复孔CT值的标准差进行了比较。其他反应体系成分均使用相同的eppendorf单通道移液器加样,吸头使用Axygen。 试用心得 其中一款125ul量程的单通道自动移液器无法进行2ul连续分液,主要是因为单次2ul无法形成有效液滴。 就结果来说,自动移液器的误差比手动的小很多,对于精度要求高的实验来说帮助很大。试用的两款自动移液器在精度上没有明显差别。 然而,考虑到量程差10倍,使用的吸头也不同,在需要多次分液时,C品牌的移液器需要多次吸液,因此分液速度上P品牌完胜。而且P品牌使用黄吸头也能做到白吸头的精度,确实有一手。 使用手感上差不太多,由于电动组件的原因,两款都显得偏重,甚至重心偏高有点头重脚轻。C品牌质地触感更好更高级。 售价方面,P品牌的售价大概不到C品牌的2/3。 总结 对于384孔板10ulPCR体系的需求来说,我们需要快且准。经过组里多人试用后都觉得P品牌完胜,所以最终我们选择了P品牌的自动分液器。 希望我们的试用报告能对大家有所帮助!如果你也在寻找一款适合PCR的电动移液器,不妨参考一下我们的经验。
降落PCR:解决PCR扩增问题的新方法 降落PCR,也被称为TouchDown PCR,是一种常见的PCR优化方法,操作简单且效果显著。MedPeer网站上有详细的解释和视频教程,供大家参考。 𘠐CR扩增原理 在PCR扩增过程中,DNA双链解螺旋成单链后,引物在退火温度下特异性结合到DNA单链上,并在Taq酶的作用下进行延伸。退火温度越高,引物结合的特异性越好;退火温度越低,非特异性片段产生的可能性越高。 𘠩落PCR的优势 降落PCR通过设定一个较高的初始退火温度,并在每个循环中逐渐降低温度,使得在前期的高温下扩增出特异性片段,而在后期的低温下提高PCR的特异性和效率。 𘠐CR体系配置(以20ul体系为例) 2x Taq Mix:10ul 引物F/R:0.5ul(可在0.5上下调整) 模板:2ul(如果PCR条带不够亮,可以增加一点模板) 加水至:20ul 𘠐CR程序设置 预变性:94℃ 3min 循环1:94℃ 30s 循环2:65℃ 30s 循环3:72℃ 30s(10个循环,每个循环退火温度降低1℃至55℃) 循环4:94℃ 30s 循环5:55℃ 30s 循环6:72℃ 30s(20-25个循环) 延伸:72℃ 10min 保存:4℃至取出跑胶 𘠥ꌦ术和方案 以前做实验前需要查找文献和毕业论文来确定实验方案,做的时候对原理和步骤依旧模糊不清。好在MedPeer网站上提供了各种实验的详细介绍和视频教程,如果早知道这些资源,就不用巴巴地求着师兄师姐和同学教了。
챐CR实验全攻略슰 提取RNA是qPCR的第一步! 1️⃣ Trizol裂解法让细胞或组织充分裂解,冰上静置后进行下一步。 2️⃣ 氯仿萃取,分离RNA和其他成分,离心后轻拿轻放,避免混匀。 3️⃣ 异丙醇沉淀RNA,冰上静置后再次离心。 4️⃣ 用75%乙醇洗涤沉淀,去除杂质,然后干燥溶解RNA。 5️⃣ 使用Nano核酸分析仪检测RNA浓度和纯度。 ᠦ夸来,将RNA逆转录为cDNA! 1️⃣ 用DEPC水清洗紫外分光光度计平台。 2️⃣ 检测各样品浓度,确保RNA吸光度(260/280)为2。 3️⃣ 去除基因组DNA,加入逆转录酶进行逆转录。 堦后,进行q-PCR实验! 1️⃣ 准备q-PCR体系,包括SYBR qPCR Master Mix、引物和稀释后的Template cDNA。 2️⃣ 进行q-PCR反应,检测基因表达情况。 完成整个qPCR实验流程,轻松掌握基因表达情况!记得做好实验记录和数据分析哦!
PCR扩增常见问题及解决方法详解 PCR扩增过程中可能会遇到各种问题,本文将为您详细解析常见问题及其解决方法,助您顺利完成实验。 问题1:PCR产物出现片状涂抹带 可能原因:酶量过多或酶质量差、dNTP浓度过高、Mg2+离子浓度过高、退火温度过低、循环次数过多。 解决方法:减少酶量或更换酶来源、降低dNTP浓度、适当降低Mg2+离子浓度、增加模板量、减少循环次数。 젩2:PCR产物出现非特异性条带 可能原因:引物设计不合理、模板中含有杂质、PCR体系污染。 解决方法:优化引物设计、纯化模板、清洁PCR体系。 问题3:PCR产物量不足 可能原因:酶量不足、dNTP浓度过低、Mg2+离子浓度过低、退火温度过高。 解决方法:增加酶量、提高dNTP浓度、增加Mg2+离子浓度、降低退火温度。 젩4:出现片状涂抹带 可能原因:酶量过多或酶质量差、dNTP浓度过高、Mg2+离子浓度过高、退火温度过低、循环次数过多。 解决方法:减少酶量或更换酶来源、降低dNTP浓度、适当降低Mg2+离子浓度、增加模板量、减少循环次数。 젩5:PCR产物出现拖尾现象 可能原因:引物设计不合理、模板中含有杂质、PCR体系污染。 解决方法:优化引物设计、纯化模板、清洁PCR体系。 젩6:PCR产物出现单峰或多峰 可能原因:引物设计不合理、模板中含有杂质、PCR体系污染。 解决方法:优化引物设计、纯化模板、清洁PCR体系。 젩7:PCR产物出现大小不一的条带 可能原因:引物设计不合理、模板中含有杂质、PCR体系污染。 解决方法:优化引物设计、纯化模板、清洁PCR体系。 젩8:PCR产物出现弥散现象 可能原因:引物设计不合理、模板中含有杂质、PCR体系污染。 解决方法:优化引物设计、纯化模板、清洁PCR体系。 젩9:PCR产物出现阴性结果 可能原因:引物设计不合理、模板中含有杂质、PCR体系污染。 解决方法:优化引物设计、纯化模板、清洁PCR体系。 젩10:PCR产物出现其他异常现象 可能原因:引物设计不合理、模板中含有杂质、PCR体系污染。 解决方法:优化引物设计、纯化模板、清洁PCR体系。 希望这些解决方法能帮助您更好地进行PCR扩增实验,取得满意的实验结果!
30-双酶切的关键步骤,你掌握了吗? 双酶切的时间和体系: 双酶切一般需要3个小时,但也可以使用大体系,例如100微升。 砧方法: 推荐使用柱式纯化方法,割胶可能会有些麻烦。 🠩 𖩇问题: 以TAKARA的酶为例,1单位酶的定义是:在50 反应液中,30℃温度下反应1小时,将1 的NA完全分解的酶量定义为1个活性单位(U)。该酶浓度约为15单位/微升,可以分解15的DNA。而一般从1-4ml菌液提取的DNA约为3,PCR纯化后的产物(50体系)也约为3。因此,即使全部加进去,只要纯化质量好,酶切完全没问题。 连接反应: 连接酶说明写的是过夜,但对连接酶单位的定义为:在20 的连接反应体系中,6 的NA-Hind III的分解物在16℃下反应30分钟时,有90%以上的DNA段被连接所需要的酶量定义为1个活性单位(U)。而它的浓度为350 U/,所以完全够用。连接酶易失活,最好在冰上操作。3个小时足够。 重要的几点: 做转化连接反应时,注意保持低温状态,一般连接3小时,16度。 对含有AMP的质粒铺板时,注意加AMP时的温度,温度过高会使克隆株无法筛选出来。 验证双酶切是否成功的方法: 酶切反应时加各单酶分别切,两管,用同一种BUFFER,跑胶,看单切的两管是否成线性。如两管均成线性可初步判断双酶切成功。 做转化时,也要进行对照。设4个对照: 拿双酶切的质粒产物也进行连接反应,这个对照可进一步看双酶切是否成功。如果长出克隆,说明很有可能只进行了单酶切;如没长出克隆,则证明双酶切成功(当然要保证感受态、培基、连接酶都正常)。 酶切过的未进行连接反应的双酶切产物,进行转化。这一步可以证明是否有残留的未被任何酶切的原始质粒。 设原始质粒为对照,意为检测整个操作过程中是否有误。 AMP阴性板上用同一批感受态细胞铺板20微升足够,检测感受态状况。 试剂保存: 所有的试剂切记低温保存。一步一个脚印,不要偷懒,图省事最后却更费事。注意设立对照。 젩: 经PCR鉴定,克隆90%-100%的阳性率,所以在后面的挑克隆中,挑选3-4个就足够了。然后进行双酶切鉴定和测序。
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